Введение. При экспериментальной задержке клеток в митозе (К-митоз) судьба их может быть различна: возможна необратимая задержка клеток либо их выход из блока после удаления блокирующего агента. В последнем случае они могут делиться либо нормально (на две дочерние), либо аномально (на три-четыре). Наиболее употребительными агентами для обратимой задержки клеток в митозе являются колхицин и его аналоги-колцемид и, в последнее время, нокодазол. Практически все работы, выполненные с использованием митостатиков колхицинового типа, посвящены изучению динамики восстановления митоза после блока либо просто описанию ультраструктуры К-митотических клеток при какой-либо одной концентрации яда. Известно, что эти вещества в минимальных митостатических концентрациях не вызывают полного разрушения митотического аппарата [1, 2]. В то же время, как показали наши предварительные исследования [3], судьба остановленных в К-митозе клеток зависит не столько от времени их задержки, сколько от концентрации митостатика. Вероятно, в зависимости от концентрации митостатического агента происходят различные изменения в митотическом аппарате остановленных в К-митозе клеток. Мы предположили [3], что расхождение центриолей в К-митозе является следствием полной деполимеризации окружающих центриоли микротрубочек (МТ) подобно тому, что происходит в нормальном клеточном цикле [4]. В настоящей работе мы предприняли электронно-микроскопическое исследование строения митотического аппарата К-митотических клеток в зависимости от концентрации нокодазола с целью проверки высказанной нами гипотезы. Материалы и методы. Работу проводили на клетках перевиваемой культуры почки эмбриона свиньи (СПЭВ). Клетки культивировали на среде 199 с добавлением 10 % сыворотки крупного рогатого скота и антибиотиков (пенициллина и стрептомицина). Для экспериментов клетки высевали на покровные стекла в пенициллиновые флаконы. Маточный раствор нокодазола («Aldrich-Chemie», США, 1 мг/мл) приготовляли в диметилсульфоксиде. Через двое суток после посева нокодазол добавляли к клеткам в среду культивирования до конечных концентраций 0,02, 0,2 и 0,6 мкг/мл. Спустя 4-24 ч клетки экстрагировали в растворе, содержащем 1 % тритона Х-100, 25 мМ фосфатный буфер (рН 6,8), 1 мМ MgCl 2 , 1 мМ ЭГТА, 4 % полиэтиленгликоля (молекулярная масса 1500). Обработку проводили 12-15 мин при 37 °С. Экстрагированные клетки фиксировали 1 %-ным раствором глютарового альдегида («Мегск», ФРГ) на физиологическом фосфатном буфере 40-60 мин при комнатной температуре. Дальнейшая подготовка материала для электронной микроскопии была стандартной. Серийные срезы толщиной 0,07-0,1 мкм изготавливали на ультратоме LKB-3, монтировали на покрытые формваровой подложкой бленды и окрашивали цитратом свинца по Рейнольд