Synthesis of a bifunctional cytidine derivative and its conjugation to RNA for in vitro selection of a cytidine deaminase ribozyme

Rublack, Nico; Müller, Sabine

doi:10.3762/bjoc.10.198

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“…30 In our hands, this procedure works very well, and we have prepared a number of RNAs modified with fluorescence dyes or with flavine derivatives. 31 Circularization strategies by 5 0 -3 0 -end joining In general, the preparation of circRNAs from linear precursors is very challenging, due to the negative entropy associated with the circularization step. The most significant side reaction is intramolecular bond forming leading to oligomerization of the linear precursor instead of circularization.…”

Section: Chain Assemblymentioning

confidence: 99%

In vitro circularization of RNA

Müller

Appel

2016

RNA Biology

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Over the past 2 decades, different types of circular RNAs have been discovered in all kingdoms of life, and apparently, those circular species are more abundant than previously thought. Apart from circRNAs in viroids and viruses, circular transcripts have been discovered in rodents more than 20 y ago and recently have been reported to be abundant in many organisms including humans. Their exact function remains still unknown, although one may expect extensive functional studies to follow the currently dominant research into identification and discovery of circRNA by sophisticated sequencing techniques and bioinformatics. Functional studies require models and as such methods for preparation of circRNA in vitro. Here, we will review current protocols for RNA circularization and discuss future prospects in the field.Abbreviations: AMP, adenosine monophosphate; AppRNA, 5 0 -adenylated RNA; ATP, adenosine triphosphate; bp, base pair; CEV-A, citrus exocortis viroid strain A; circRNA, circular RNA; ciRNA, circular intronic RNA; CuAAC, cupper catalyzed azide alkyne cycloaddition; EDC, ethyl-3-(3 0 -dimethylaminopropyl)-carbodiimide; HIV, human immunodeficiency virus; IEciRNA, intron-exon circular RNA; nt, nucleotide; PIE, permuted intron exon; T4 Dnl, T4 DNA Ligase; T4 Rnl, T4 RNA Ligase

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Section: Chain Assemblymentioning

confidence: 99%

In vitro circularization of RNA

Müller

Appel

2016

RNA Biology

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“…Generell wurden die Hydroxygruppen der Ribose zunächst mit TBDMS geschützt. Im nächsten Schritt wurde die Carbonylfunktion an Position O 4 mit 1,2,4-Triazol in Anlehnung an Arbeiten von Rublack et al [387] in Gegenwart von Phosphorylchlorid (POCl3) und Triethylamin (Et3N) aktiviert. Verbindung 37 konnte mit einer Ausbeute von 98% isoliert werden.…”

Section: Die Zugrunde Liegende Methode Und Kollaborative Arbeitenunclassified

Chemo-enzymatische Synthese lichtaktivierbarer RNA & Synthese lichtregulierbarer Oligonukleotide zur spektroskopischen Strukturaufklärung

Blümler¹

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Das wachsende Verständnis für das fein abgestimmte Zusammenspiel aus Struktur und Funktion von Nukleinsäuren resultiert aus unzähligen Forschungsprojekten. Forschende stehen dabei vor der Herausforderung, dass die zu untersuchenden Oligonukleotide sowohl modifiziert als auch in ausreichender Menge und Reinheit dargestellt werden müssen. Die chemische Festphasensynthese ist ein bewährtes Mittel zur Synthese hochmodifizierter DNA und RNA. Allerdings werden Oligonukleotide mit zunehmender Länge unzugänglicher, da die einzelnen Kupplungsreaktionen nicht quantitativ ablaufen, was zu schwer abtrennbaren Abbruchsequenzen führt. Hinzu kommt, dass während der chemischen Synthese harsche Reaktionsbedingungen nötig sind, denen die gewünschten Modifikationen standhalten müssen. (Chemo-) enzymatische Methoden können diese Hürden überwinden und somit den Zugang zu biologisch interessanten, längeren modifizierten Sequenzen ermöglichen. Jedoch erfolgt der enzymatische Einbau von Modifikationen ohne aufwendige Optimierung lediglich statistisch verteilt. Um weitere Erfolge im Bereich der Strukturaufklärung zu erzielen, werden somit Synthesemethoden benötigt, die sich zum positionsspezifischen Einbau von Modifikationen eignen und gleichzeitig den Zugang zu längeren Oligonukleotiden ermöglichen. Zur Untersuchung der Zusammenhänge zwischen Struktur und Funktion haben sich in den letzten Jahren lichtadressierbare Verbindungen als gefragte Modifikationen erwiesen. Der Einsatz von Licht als mildes, nicht-invasives Auslösesignal stellt besonders im biologischen Kontext eine interessante Herangehensweise dar. Um hochwertige Aussagen über das Verhalten von Oligonukleotiden in komplexer biologischer Umgebung machen zu können, muss durch die gezielte Platzierung lichtaktivierbarer Verbindungen ein effizientes AN/AUS-Verhältnis geschaffen werden. Der Einbau photolabiler Schutzgruppen erlaubt eine vorübergehende Beeinflussung der Oligonukleotidstruktur, die durch Abspaltung der Schutzgruppe irreversibel (re-) aktiviert werden kann. Im Gegensatz dazu ermöglicht der Einbau von Photoschaltern eine reversible Adressierbarkeit durch Isomerisierungsprozesse. Die Synthese komplexer gezielt-markierter Oligonukleotide erfolgt zumeist chemisch und ist daher längenlimitiert. Ziel dieser Doktorarbeit war es, beide Fragestellungen zu vereinen und eine chemo-enzymatische Methode zur RNA-Synthese zu untersuchen, die zum einen die positionsspezifische Modifizierung mit lichtaktivierbaren Einheiten erlaubt und darüber hinaus die Längenlimitierung der chemischen Festphasensynthese überkommt. Im Zentrum der Methode stehen drei enzymatische Reaktionsschritte zum Einbau von photolabil- und photoschaltbar-modifizierten Nukleosid-3‘,5‘-Bisphosphaten: I) eine 3‘-Verlängerung, in der die modifizierten Bisphosphate mit T4 RNA Ligase 1 mit dem 3‘-Ende einer RNA verknüpft werden; II) die Dephosphorylierung des 3‘-Phosphats mit Shrimp Alkaline Phophatase und III) die Verknüpfung der 3‘-terminal modifizierten RNA mit einem zweiten 5‘-phosphorylierten RNA-Fragment, wodurch eine Gesamtsequenz mit gezielt platzierter Modifikation entsteht (Abb. I). Im ersten Teilprojekt wurden in kollaborativer Arbeit zunächst benötigte photolabile NPE- und photoschaltbare Azobenzol-C-Nukleosid-3‘,5‘-Bisphosphate synthetisiert und grundlegende Bedingungen der enzymatischen Reaktionen erarbeitet. Hierbei konnte der enzymatische Syntheseansatz erfolgreich in Lösung umgesetzt und der chemo-enzymatische Einbau aller synthetisierten Bausteine nachgewiesen werden. Aufbauend auf diesen Erkenntnissen wurde die Methode in eigenständigen Arbeiten weiterverfolgt, um den multiplen Einbau NPE-modifizierter Nukleosid-3‘,5‘-Bisphosphate in direkter Nachbarschaft sowie deren Einbau in DNA/RNA-Mixmere mit Phosphodiester- oder Phosphorthioatrückgrat zu untersuchen. Es konnte gezeigt werden, dass die verwendeten Enzyme neben lichtaktivierbaren Modifikationen zusätzliche Anpassungen der Phosphateinheit sowie unterschiedliche Ribosebausteine in Kombination tolerieren. Da exogene RNA schnell von Exonukleasen abgebaut und somit unwirksam wird, werden zahlreiche stabilisierende Anpassungen an synthetischen RNAs vorgenommen. Zu den häufigsten zählen Phosphorthioate und Modifikationen der Ribose. Mit der erfolgreichen Modifikation der chimären Oligonukleotide eröffnet die erarbeitete Methode einen wichtigen Zugang zu therapeutisch interessanten Oligonukleotiden. Ein weiterer wichtiger Schritt in Richtung biologisch relevanter Anwendungsmöglichkeiten konnte mit der Synthese, Charakterisierung und Umsetzung eines DEACM-geschützten Uridin-3‘,5‘-Bisphosphates (pUDEACMp) errungen werden. Im Vergleich zur verwendeten NPE-Schutzgruppe ist das Absorptionsspektrum der DEACM-Schutzgruppe bathochrom-verschoben, was eine Abspaltung mit Wellenlängen > 400 nm erlaubt. Dadurch können Zellschäden vermieden und Oligonukleotide mit NPE- und DEACM-Modifikation wellenlängenselektiv angesprochen werden...

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Synthesis of a bifunctional cytidine derivative and its conjugation to RNA for in vitro selection of a cytidine deaminase ribozyme

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In vitro circularization of RNA

In vitro circularization of RNA

Chemo-enzymatische Synthese lichtaktivierbarer RNA & Synthese lichtregulierbarer Oligonukleotide zur spektroskopischen Strukturaufklärung

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